Artículo 013. Enfermedades de los reptiles. Parte I

Editor: Prof. Dr. Enrique Rimbaud

Rimbaud E.,  Zepeda N., Pineda N., Morales X.,  Rivera G., Jarquín S., Soto J. L., Luna L., Gutiérrez M., Caballero P., Lacayo F., Treminio C., Mairena M., Sandoval M., Picado L., Vanegas J.

Centro de Estudios, Diagnóstico e Investigación Veterinaria (C.E.D.I.VE.) Instituto de Investigación y Transferencia de Tecnología Agropecuaria y Forestal  (I.I.T.T.A.FOR.). Escuela de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. Frente al Polideportivo España. Altamira. Managua. Nicaragua. www.ucc.edu.ni - cienciasagrarias@ucc.edu.ni - ucc@ucc.edu.ni

LA GRAN ENCICLOPEDIA DE LOS ANFIBIOS Y REPTILES TIM HALLIDAY, KRAIG ADLER

ANFIBIOS Y REPTILES VARIOS

ANFIBIOS Y REPTILES DEL URUGUAY OLMOS, A.; ACHAVAL, F.

Primera Edición, Marzo, 2007 - 106 pps – Managua - Nicaragua. Publicación realizada gracias al trabajo conjunto del Ministerio de Ambiente y Recursos Naturales (MARENA), Universidad de Ciencias Comerciales (UCC), Michigan State University (MSU), y United States of America Internacional Development (USAID).

Marzo, 2007 - Proyecto: “Apoyo al Desarrollo de Zoogranjas y Zoocriaderos en Nicaragua”

AUTORES 

Prof. Dr. Enrique Rimbaud. Decano. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. enrique.rimbaud@ucc.edu.ni

Lic. Nohelia Zepeda. Coordinadora Unidad de Salud y Producción de Biodiversidad. U.S.P.B. Coordinadora Investigación. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. noelia.zepeda@ucc.edu.ni

MSc. Nohemy Pineda. Profesora Titular. Parasitología y Enfermedades Parasitarias . Escuela de Medicina Veterinaria. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. Departamento de Diagnóstico. Ministerio Agropecuario y Forestal. MAGFOR.

Lic. Xochilt Morales. Directora. Departamento Veterinario. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. xochilt.morales@ucc.edu.ni

Lic. Gabriela Rivera. Secretaria Académica. Coordinadora Extensión. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. gabriela.rivera@ucc.edu.ni

MSc Magdalena Gutiérrez. Coordinadora Proyectos. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. magdalena.gutierrez@ucc.edu.ni 

MSc. Silvio Jarquín. Director . Instituto de Investigación y Transferencia de Tecnología Agropecuario y Forestal. I.I.T.T.A.FOR. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. silvio.jarquin@ucc.edu.ni

Lic. José Luis Soto. Director Departamento de Diagnóstico. Centro de Estudios, Diagnóstico e Investigación Veterinaria. C.E.D.I.VE. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. jose.soto@ucc.edu.ni

MSc. Luz   Luna. Profesora Titular. Patología. Directora. Centro de Investigaciones Ganadero Campesino. C.I.GA.C. El Sauce, León

Lic. Pedro Caballero. Asistente Veterinario. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. pedro.caballero@ucc.edu.ni

Lic. Francisca Lacayo. Asistente Veterinario. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. francisca.lacayo@ucc.edu.ni

Lic. Clemente Treminio . Asistente Veterinario. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. clemente.treminio@ucc.edu.ni 

Ing. Agr. Marisol Mairena. Coordinadora Carrera. Escuela de Agronomía. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. marisol.mairena@ucc.edu.ni

Maria Luisa Sandoval. Asistente. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. maria.sandoval@ucc.edu.ni

Leana Picado. Asistente. Facultad de Ciencias Agrarias.  Universidad de Ciencias Comerciales.leana.picado@ucc.edu.ni

Jennifer Vanegas. Asistente. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad de Ciencias Comerciales. jennifer.vanegas@ucc.edu.ni

 cienciasagrarias@ucc.edu.ni - www.ucc.edu.ni - tel. 2771931 ext. 122 y 146 - fax. 2773006

PROPÓSITO

El propósito de esta publicación es contribuir con aquellos pioneros en la cría y producción de animales silvestres en el cuidado de la salud animal e integral de los mismos.

Juntos, zoocriadores y académicos podremos proceder al intercambio de ideas, a la construcción de un nuevo conocimiento sobre tan apasionante tema, que allane de alguna manera las dificultades de los que vayan a continuar la tarea.

Vaya pues con estas páginas nuestro sencillo y académico homenaje a aquellos que desde hace años vienen trabajando en el tema, aprendiendo sobre la marcha, innovando, verdaderamente innovando, creando un mundo nuevo preñado de esperanzas para las futuras generaciones al emprender un sistema de producción que además de generar ingresos para la familia rural, también es amigable con el medio ambiente, logrando crear un sistema rentable, herramienta invaluable en la lucha por la erradicación de la pobreza, sustentable, y con enfoque de género, al desarrollar tecnologías de fácil manejo por parte de la mujer rural.

Desde la Universidad de Ciencias Comerciales, hemos querido contribuir con nuestro grano de arena a estos emprendimientos, partiendo desde la oscuridad que determina la ignorancia, abriendo el área de investigación y apoyo a estos emprendimientos que es la UNIDAD DE SALUD Y PRODUCCIÓN DE BIODIVERSIDAD (USPB).

Generar conocimiento dependerá de la interactividad que tengamos entre todos los actores, los zoocriadores, los universitarios, el Estado a través e MARENA, y las distintas organizaciones de base y ONG´s que brinden su apoyo. Creemos en la viabilidad de esto y por ello, ponemos todo nuestro entusiasmo y energía en cumplir nuestras metas respondiendo al enorme desafío planteado.

Esperamos que las generaciones futuras que estamos formando recojan el guante arrojado por una biodiversidad que reclama su atención y la hora en que el hombre acepte las responsabilidades planteadas en la depredación y sobre explotación de este medio ambiente que es de todos.

En Managua, a los treinta días del mes de Marzo del año 2007.

Dr. Enrique Rimbaud
Decano

PROLOGO

La población nicaragüense, se ha caracterizado por utilizar en muchas de sus actividades cotidianas,  especies de la fauna silvestre, tanto así de que muchos productos  derivados de éstas, forman parte de la cultura e idiosincrasia de nuestro país.

La culinaria, taxidermia, recuerdos, mascotas, medicina tradicional, exhibiciones fijas e itinerantes,  son algunos ejemplos de los usos que la población viene realizando desde tiempos remotos hasta nuestros días de las especies de fauna silvestre, sus productos y subproductos.

Tomando en consideración la disminución paulatina de las poblaciones de fauna silvestre y la creciente demanda de estas especies principalmente en los países desarrollados, la reproducción en cautiverio ha surgido en nuestro país como una alternativa viable a la extracción de estas especies de su medio natural, actividad que se ha venido desarrollando tanto para el comercio nacional como para el comercio internacional.

La cría  de fauna silvestre en cautiverio, además de ser una alternativa para la conservación de nuestra biodiversidad, es una fuente de alimentos y una actividad económica para muchas comunidades y familias nicaragüenses, principalmente en el sector rural donde actualmente impera una caótica situación de déficit de recursos alimentarios lo que ha provocado un grave deterioro de la calidad de vida de los habitantes de estas zonas.

Sin embargo, a pesar de su importancia, la cría en cautiverio de especies de fauna silvestre, se ha realizado en la mayoría de los casos con escaso conocimiento técnico y científico, incidiendo esta situación en su manejo y en el seguimiento y control de las empresas reproductoras.

Por esta razón, la Dirección General de Comercio y Medio Ambiente del Ministerio del Ambiente y los Recursos Naturales - MARENA, considera el presente Manual de “Enfermedades de los Reptiles” un valioso instrumento para la gestión ambiental en nuestro país, específicamente para sentar las bases técnicas y científicas para implementación de un buen manejo de las enfermedades de fauna silvestre, principalmente de aquellas especies criadas en cautividad.

Esta iniciativa de la Escuela de Veterinaria de la Facultad de Ciencias Agrarias de la Universidad de Ciencias Comerciales – UCC, es una valiosa oportunidad que debe ser aprovechada para el fortalecimiento de las capacidades técnicas del personal del MARENA, encargado del seguimiento y control de las actividades de cría en cautiverio de fauna silvestre y convertirse en un instrumento cotidiano que debe ser usado para el manejo de las mismas.

Ing. René Castellón
Director
Dirección General de Comercio y Medio Ambiente
Ministerio del Ambiente y los Recursos Naturales
MARENA

ÍNDICE

ENFERMEDADES DE LOS REPTILES

Introducción

Definición de Zoogranja

Reptiles de manejo común en Zoogranjas

Recordatorio anatómico - fisiológico

Métodos de sujeción en reptiles de Zoogranjas

Toma de Muestras para Diagnóstico en reptiles de Zoogranjas y métodos complementarios del diagnóstico   

Vías de Administración de Medicamentos en reptiles de Zoogranjas

Historia clínica y Examen clínico de los reptiles

Bibliografía

ENFERMEDADES DE LOS REPTILES

Introducción

Nicaragua esta clasificada como un país pobre. Según el índice de desarrollo humano los nicaragüenses tienen una esperanza de vida de 67 años al nacer, el acceso a los servicios de salud, educación básica y agua potable son muy bajos y de esta manera el resto de indicadores, lo que hace que la biodiversidad en Nicaragua sea un foco de obtención de recursos de tal forma que las familias más pobres de zonas rurales se ven en la necesidad de extraer del medio la fauna y la flora que les permita vivir el día a día. Por esta razón se vuelve necesario desarrollar un mecanismo que le permita a la familia y principalmente a la mujer como cabeza de la misma crear los medios para asentarse en un lugar, tecnificarse y aprovechar lo que la naturaleza les ofrece pasando de la depredación a la producción ordenada.

El Proyecto de Apoyo al Desarrollo de Zoogranjas surge como una iniciativa de apoyo al aprovechamiento sustentable de la biodiversidad, apostando a la protección del medio ambiente, la supervivencia de las especies en peligro de extinción y el desarrollo rural, generando alternativas de ingresos viables que contribuyan a la erradicación de la pobreza, con enfoque de género.Se tiene siempre presente que uno de los objetivos es estimular el establecimiento de una distribución equitativa de los roles en la sociedad, incluyendo el enfoque de género y realizando un análisis integral del ambiente que incorpore la perspectiva económica de acuerdo a las necesidades y al entorno social.Por otra parte, se fundamenta en la percepción de los "conflictos" como un motor de dinámica social, que permite el crecimiento y madurez dentro de los proyectos, en ese sentido se buscan alternativas para la resolución pacífica de los mismos, desarrollando destrezas y habilidades en las personas.

Periódicamente se realizan intercambios entre los grupos de campesinos que participan en la ejecución de los Proyectos Demostrativos, para que conozcan otras experiencias más allá de sus fronteras y permitan un enriquecimiento de "doble vía" con otros proyectos.

Es por esto que la estrategia rural de establecer zoogranjas como alternativa económica resulta alentadora como una  propuesta enmarcada en la estrategia de erradicación de la pobreza de Nicaragua.

Las zoogranjas o zoocriaderos, son alternativas viables tanto desde el punto de vista de la conservación de la biodiversidad como desde el punto de vista del desarrollo social y erradicación de la pobreza. En Nicaragua existen 12 zoogranjas habilitadas para la explotación de animales silvestres.Estas zoogranjas, se han convertido en unidades productivas de poca extensión e inversión en infraestructura, con alta rentabilidad que propician el desarrollo local así como promueven la economía nacional al integrar en el ciclo productivo a importadores, transportistas, vendedores de insumos, etc., generando ingreso de divisas al país.

Estos productores en sus zoogranjas, han desarrollado gran experiencia, en forma empírica, experiencia que es de gran valor a la hora de definir el conocimiento que del tema se tiene en el país.

El objetivo de la edición de este manual, es contribuir al desarrollo de las zoogranjas en el país, sentando las bases del manejo sanitario de los reptiles procurando que las enfermedades no sean un freno u obstáculo a la hora de la implementación de zoogranjas.

Si bien existe experiencia en el país en la cría de aves y mamíferos, así como en anfibios (batracios), escogimos los reptiles por ser los mas generalizados, esperando a la brevedad encarar los capítulos correspondientes a los otros órdenes implicados.

Definición de Zoogranja

Entendemos por Zoogranja, aquellas unidades o sistemas de producción animal, dedicadas a la producción de animales silvestres, procurando que al mismo tiempo de dedicarse a un sistema productivo rentable que de ingresos a la familia, cooperar con el medio ambiente, volcando a la naturaleza un porcentaje determinado de su producción anual, con lo que se recuperan especies en peligro de extinción, convirtiendo al sistema en sustentable, amigable y necesario para el desarrollo del pais.

La Zoogranja, debe cumplir con todas las etapas del ciclo de producción: mantenimiento de reproductores y pie de cría, reproducción de los mismos en un ambiente amigable y semejante a las condiciones de vida libre de los animales, cuidado de los huevos tanto sea en su vía natural o por medios artificiales de incubación, vigilancia de los nacimientos, cría y recría de los estadios juveniles de los animales, desarrollo adecuado, comercialización, venta y transporte en condiciones de salud integral, respetando el bienestar animal en todo momento.

Todos estos aspectos deben realizarse en un marco de bienestar animal, lo que comprende la salud física y síquica de los animales, la correcta alimentación, el tratamiento adecuado y respetuoso por los animales, así como la preparación adecuada del ambiente en el que viven.

Por otra parte, y no menos importante, parte de su producción será devuelta a la naturaleza, bajo la supervisión de MARENA, procurando así mantener a salvo el número de especímenes de muchas de estas especies que se encuentran en vías de extinción.

Reptiles de manejo común en Zoogranjas

Los factores comunes de los reptiles son:

• Reino: Animal

• Subreino: Metazoos

• Phylum: Cordados

• Sub-phylum: Vertebrados

• Clase: Reptiles

Recordatorio anatómico - fisiológico

Trataremos de introducirnos en el mundo de los reptiles aunque sea de una forma muy concisa y práctica, insistiendo en las especies más representativas.

Herpetología.-

Herpetología es el estudio de los reptiles, proviene del vocablo griego Herpeton: Reptil, animal que repta o arrastra. La característica fundamental de los reptiles es que son animales poiquilotermos  y ectotermos : es decir de temperatura corporal variable y dependiente de fuentes de calor externas (erróneamente llamados: “de sangre fría”).Los reptiles son animales vertebrados, con endoesqueleto óseo, circulación de sangre arterial y venosa e intercambio gaseoso pulmonar.

El mal manejo de uno o varios factores propios e inherentes a estos animales, determinarán si los reptiles mantenidos en condiciones o sistemas de producción se adaptan mejor o no, por lo tanto hemos de saber en qué consisten.Temperatura.-

Es el principal factor a controlar ya que de ella dependen todas las funciones vitales del animal como la inmunidad, cicatrización, respuesta a los fármacos, actividad motora, neurológica, reproducción, alimentación, capacidad de prehensión, digestión y la actividad enzimática (por ejemplo una boa tardará en digerir un conejo 5 días a 28ºC y 15 días a 18ºC).

Si la temperatura fuera baja se aletargarían y se harían lentas o paralizarían todas las funciones como la de digestión y la absorción de nutrientes, produciendo deficiencias o fermentaciones digestivas, además de predisponer a inmunosupresión, aumentando la sensibilidad a infecciones y patologías de todo tipo, ya que carecen de sistema de termorregulación.Es por esto que no recomendamos la instalación de zoocriaderos en zonas altas o montañosas, pasibles a cambios bruscos de temperatura.

Se debe de buscar la temperatura corporal óptima (TCO), siempre dentro del rango de gradiente óptimo (zona óptima preferida ZOP), teniendo dentro del criadero puntos calientes (soleados) y puntos fríos (sombreados), y que sea el animal quien se coloque donde quiera en cada momento.Debe de evitarse la hipotermia y el golpe de calor (no superar la temperatura crítica mínima o máxima) ya que son muy sensibles al mínimo cambio que sobrepase esos puntos críticos.

Cada especie tiene su propia TCO que deberemos de saber y cómo ajustarla, además de saber cuales deben hibernar y cuales no.La TCO normalmente suele ser de 26-29ºC y la ZOP de 22 a 32ºC, según especie y algo menos por la noche (20-24ºC), todo ello según el estado nutricional y sanitario del animal; animales enfermos suelen requerir un incremento respecto al basal.

Luz.-

La luz influye sobre el apetito, la síntesis de vitamina D3 (rayos ultravioletas de 280-315 nanometros) y la absorción del calcio sobre todo en saurios y la también sobre el comportamiento y la psique.

El fotoperíodo mínimo es de 9 horas, exceptuando las especies nocturnas, hasta las 12-14h luz y 10-12 oscuridad, en verano, al contrario en invierno.

Humedad.-

La humedad influye sobre el apetito y la muda. Aunque cada especie tiene la suya propia, la mayoría suelen tener entre 65-90%.Se puede conseguir o regular mediante humidificadores o con los mismos recipientes de bebida, ya que con el mismo calor del ambiente y a más superficie del recipiente, más agua se evapora.Todos deben de tener agua ad-libitum, incluso pequeños recipientes o bañeras, debiendo saber que los gallegos verdes (basiliscos) sólo beben del agua de rocío de las hojas o sobre su piel ya que no se desplazan a los bebederos, por lo que es conveniente rociar a diario hasta 2-3veces, pudiendo hacerse en caso de no tener rociadores, con una manguera con adaptador o regador de lluvia fina.

Zoocriadero.-

El zoocriadero puede ser construido de materiales diversos y cada uno se lo puede diseñar a su gusto, respetando la reconstrucción responsable de un medio ambiente similar al natural.La decoración es importante, ramas, abrasivos para favorecer la muda, refugios, cascadas, arroyos, espejos, muñecos (para evitar la agresividad y la auto mutilación), objetos que se muevan para evitar aburrimiento (colgantes), las serpientes gustan de estar en grupo (no solas ni hacinadas) y a las iguanas les gusta contacto táctil por la noche, y estímulos auditivos.Debemos evitar fugas, quemaduras, además de mantener una estricta higiene y limpieza. En todo criadero se debe recrear lo más fiel a su ambiente natural para así obtener una mayor capacidad de adaptación.

Sustrato.-

Muchas especies utilizan sustrato para hacer sus nidos y esconder sus huevos o disimular las cuevas.

Se prefiere papel de periódico, sacate artificial, turba, mantillo, hojas verdes o secas, ramas, corteza o grava y piedras de un tamaño tal que no puedan tragar, al comer o cuando padezcan deficiencias minerales.

Dieta y alimentación.-En resumen, cada especie tiene su propia dieta, debemos administrarla conociendo su composición en nutrientes y el modo de administración adecuado, que esta sea lo más equilibrada, variada y lo más parecida a su dieta natural.Es importante estimularles, incluso habiendo varios individuos es bueno porque facilita la competencia por la comida.La dieta puede ser casera o comercial, con multitud de productos, y debemos estar atentos dado que los reptiles o son insectívoros, u omnívoros, así como herbívoros, carnívoros, y frugívoros.

Los insectívoros y herbívoros deben comer diariamente, al igual que todos los jóvenes en general.

La mayoría de los lagartos grandes comen solo 2 o 3 veces por semana y los ofidios según su tamaño, desde 1 o 2 veces por semana o cada 2-3 semanas. La presentación debe de ser lo más sugestible para el animal y debemos experimentar hasta encontrar sus preferencias.

Los saurios insectívoros pueden comer:

• larvas de escarabajo de la harina (Tenebrio molitor)

• grillos (Gryllus bimaculatus)

• moscas de la fruta (Drosophila sp)

• mosca doméstica (Musca spp)

• moscardones (Lucilia, Calliphora spp), no sus larvas que son tóxicas

• lombrices de tierra

• gusanos de seda, babosas

• saltamontes

En la alimentación de saurios insectívoros debemos siempre, ya que los insectos no son completos en nutrientes, espolvorearlos con suplementos vitamínico-minerales 2 veces por semana a los adultos y a diario los juveniles.

Los saurios herbívoros (iguana), aunque de jóvenes son más bien algo omnívoros, de adulto comen todo tipo de fruta y verdura de ensalada, siendo aconsejables también las leguminosas.

Los quelonios terrestres (tortugas) son herbívoros, igual que los anteriores, debiendo tener dieta baja en grasa y proteína, moderada en azucares y alta en fibra y vitaminas/minerales, aceptando de buen agrado algo de carne. Pueden comer: pepino, lechuga, calabacín, trébol, brócoli, escarola, hierba, diente león, coliflor, zanahoria, y fruta a trocitos, melón, papaya, pitajaya, plátano, sandía, nísperos, sapotes, y perotes.

En general los herbívoros deben de tener 80% de vegetal+fruta (60-80% vegetal tipo ensalada y 10-15 o 30% fruta, según especie), 10% o una vez semanal de proteína animal que puede ser concentrado de perro (mejor que el de gato) remojado, huevo, gusanos, caracoles, crías de ratón, pollos bebés y otro 10% pienso en pellets para conejos, además de espolvorear diario o 3 veces por semana con suplementos vitamínico-minerales.

Las especies acuáticas, y galápagos son principalmente omnívoras y carnívoras carroñeras, sobre todo las jóvenes y más tendientes a herbívoras cuanto más adultas. A las galápagos les gusta comer en el agua, su dieta es mayoritariamente animal (60%): renacuajos, escarabajos, caracoles, gusanos, grillos, piensos, peces, incluso canibalismo y algo de fruta, vegetales (hasta 30%), tubérculos, tallos acuáticos, y pan. Suelen tener capricho y fijación por alimentos de color rojo.

Las serpientes, en su mayoría son carnívoras: ratas, ratones, conejos, gallinas, caracoles, y otros reptiles como lagartos, culebras, pájaros y huevos, empezando por insectos las más jóvenes y pasando después por las crías de las anteriores. Se las puede educar a comer presas previamente congeladas, pero su instinto siempre es a comer presas vivas y además que estas sean lo más parecidas a sus presas naturales, por ejemplo los ratones no sean de color blanco ya que pueden rechazarlos, mejor los ratones de campo grises, ya que hay especies que son especializadas en un solo tipo de presa. Incluso los suplementos pueden administrase a las propias presas, para así no estresarlas (los ratones pueden ser inyectados con dosis de vitaminas, minerales o desparasitantes, incluso antibióticos previo a dárselos a las serpientes). Para evitar que las presas muerdan al reptil se aconseja dárselas si bien no congeladas, en el mejor de los casos atontadas.

Anatomía y Fisiología

Partiendo de que hay una infinidad de adaptaciones y de que cada especie tiene sus propias características podemos decir en general que presentan un primitivismo anátomo-fisiológico.

Tegumento o piel.-

La parte externa está constituida por queratina, muy variable en grosor según las especies (hasta 5cm en la tortuga Carey), distribuida en las tortugas como placas o escudos situadas en el caparazón (dorsal) y el plastrón (ventral), unidos por puentes laterales (las de caparazón blando tienen la piel como el cuero y es lisa).

Los ofidios y los saurios presentan escamas. Tanto su diseño como el color se utilizan para identificar especies.El caparazón de los quelonios esta constituido por la fusión evolutiva de la vértebras y costillas (10) así como parte de los cinturones pélvico y escapular. Consta de 5 placas centrales  o vertebrales impares (cubren 10 vértebras), 4 placas pleurales (costales) pareadas, 12 placas marginales, también pareadas, y 1 placa nucal.

Fig. 1.- Escamas del Caparazón de Tortuga

Algunos tienen pequeñas placas supramarginales (9) (entre las pleurales y marginales) y también una supracaudal sobre la cola.

El plastrón consta de 6 pares de placas: gulares (en algunas también placas intergulares), humerales, pectorales, abdominales, femorales y anales (según lo que protejan) y las placas de unión (axilares  e inguinales).

Fig. 2.- Escamas del Plastrón de Tortuga

La placas constan de una parte externa córnea, una media dérmica y una interna ósea, considerándose todo el caparazón como metabólicamente activo (a tener en cuenta con el peso para la dosificación de fármacos), siendo el peso blando igual al total menos ¼ o 1/3 del total del peso del animal.

Tienen un cinturón escapular (escápula, acromion, coracoides), húmero, radio, cúbito, metacarpo, metatarso, falanges y un cinturón pélvico, ilion entero y único, acetábulo profundo, tibia, peroné y un primer y quinto dedo con 2 falanges.

Fig. 3.- Esqueleto de Tortuga

El aparato óseo en ofidios consta de multitud de vértebras y sus correspondientes costillas hasta 400 (excepto las vértebras de la cola), correspondiendo que, a más longitud, aumentan no su número de vértebras, sino su tamaño.

Fig. 4.- Esqueleto de Boa

Todas las costillas en los saurios se unen a esternón, no tienen costillas flotantes como los mamíferos o las serpientes.

Los boidos en general pueden presentar vestigios femorales o espolones que utilizan en la cópula y son más prominentes en machos.

Fig. 5.- Espolones o vestigios femorales de la boa macho

El cráneo es anápsido  en quelonios y diápsido  en saurios y ofidios.En las serpientes las mandíbulas son desencajables.

Aparato circulatorio.-

Presentan dos aurículas y un sólo ventrículo con un septo incompleto donde se mezcla la sangre venosa y arterial, excepto en los cocodrilos que presentan 2 ventrículos bien definidos pero con un agujero interventricular. La gran capacidad de oxigenación justifica el que tengan un sólo ventrículo ya que la sangre se mezcla. Tienen dos arcos aórticos. Después veremos el sistema venoso.

Fig. 6.- Anatomía de la tortuga

Aparato respiratorio.-

En los quelonios la traquea es corta y se divide rápido en dos bronquios separados que recorren ambos lados del cuello. Los pulmones ocupan la mitad dorsal en descanso y se reducen a la 1/5 parte cuando la cabeza y las patas están dentro. Lóbulos separados por láminas. Bronquios entran por zona media del pulmón y se ramifican en los lóbulos. No se colapsan en las perforaciones. Una fina membrana diafragmática ventral hace distender el pulmón en la inspiración en combinación a los músculos retractores de las extremidades y la musculatura lisa alveolar; en las tortugas acuáticas también influye la presión del agua. Resisten bastante la anoxia por la presencia de sacos.

La glotis esta justo detrás de la lengua, en forma de ranura (en quelonios y saurios), siendo anterior en serpientes.

En la mayoría de los reptiles hay ausencia de diafragma o bien existe una fina membrana transparente, algo más desarrollada en varanos y cocodrilos, por lo que en la respiración es participación obligada de los músculos esqueléticos intercostales e intrapulmonares incluso los de los miembros (tortugas), junto a la presencia de un músculo dilatador de esfínter glótico en todas. No tienen tos ni reflejo tusígeno.

La anestesia los paraliza, por lo que es necesario ventilar (2-4 veces /minuto), más si están en decúbito dorsal.

Los pulmones son primitivos, son sacos de alvéolos, su volumen es superior al de los mamíferos pero de menor capacidad de intercambio gaseoso. El izquierdo falta o es vestigial en serpientes, excepto en Boidos (boa, pitón, que tienes dos pulmones bien definidos), existiendo a menudo un pulmón traqueal, muy vascularizado asociado al pulmón derecho (como extensión de la mucosa traqueal) que acompaña longitudinalmente a la traquea y esófago y participa en la respiración cuando el derecho esta comprimido en la ingestión de presas grandes. El pulmón derecho se sitúa en la primer mitad del segundo tercio de la distancia nariz-cloaca, el 33% del pulmón es de intercambio verdadero.

Su porción caudal es un simple saco aéreo con la función de aportar volumen al cuerpo y reserva de aire y para la flotación sobre todo en especies acuáticas.

Los saurios tienen pulmón derecho y/o izquierdo según la especies (sobre todo los ápodos), incluso llegan a la cloaca y excepto los camaleones no tienen sacos.

Fig. 7.- Pulmón de Iguana

Los ofidios tienen la glotis adaptada para facilitar la deglución.

Las tortugas galápagos tienen sacos aéreos cloacales muy vasculares (gran reserva de O2), incluso cutáneos en los de caparazón blanco.

Fig. 8.- Anatomía interna de la Boa

Aparato digestivo.-

Los quelonios no tienen dientes pero si dos bordes córneos bucales muy cortantes.

En cuanto a la dentición de los saurios y ofidios destacamos su gran capacidad de reposición después de pérdidas dentales.En cuanto a dentición en ofidios se diferencian en:

• Aglifos: boidos (Boa y Pitón) y la gran mayoría de las culebras, Elaphe, Lampropeltis. Muerden y constriñen hasta asfixiar y después engullen. Primitivos, dientes pequeños y no inoculadores, de forma aserrada, aunque también tienen enzimas digestivas.

• Opistoglifos: algunas culebras, C. bastarda, C. cogulla. Dientes no canaliculados inoculadores posteriores próximos a glándulas del veneno. Muerden varias veces hasta que muere la presa.

• Proteroglifos: Elápidos y las Hidrófilas. Colmillos venenosos acanalados inmóviles cortos anteriores, en maxilar, a veces únicos.

• Solenoglifos: Víperos y Crotálidos, también de mordedura fulminante. Estos colmillos están canaliculados y muy desarrollados, erectos cuando abren la boca, uno o más pares de 1.5 a 4 cm. Siendo su inoculación a presión por la musculatura lisa de sus glándulas. Estas especies, más evolucionadas no buscan a sus presas, sino que las esperan y atacan por sorpresa.

Las serpiente matan o por constricción o por veneno (las más evolucionadas), antes de ingerir.

Referente a los receptores hablar de los termoreceptores (de infrarrojos en boidos y crotálidos, detectan cambios de incluso 0.002ºC, de ahí la importancia de dar presas vivas) entre ojo y nariz en asociación a los olfatorios y lengua que, procesados desde el órgano de Jackobson y la glándula de Harder, incluso son mejores que los visuales a la hora de detectar las presas. Los ofidios no tienen oído y también pueden recibir vibraciones por receptores en mandíbula.

El esófago en las tortugas sigue la curvatura de las vértebras del cuello (se debe de extender el cuello al sondear). El cardias se sitúa en una depresión ventral del hígado, el estómago es grande (en forma de pipa de tabaco, con zona muscular y zona glandular), esta pegado a la izquierda justo a la mitad y en el centro del todo el duodeno hacia la derecha. El intestino delgado corre en espiral estrecha antes de unirse a un ciego delgado tipo bolsa, siguiendo el colon y la cloaca como desembocadura de todo.

Las serpientes tienen esófago largo, estómago elástico, intestino no en espiral y un hígado en 2 lóbulos principales de los cuales uno llega más allá de la mitad del cuerpo.

En general podemos proyectar la situación de los órganos para saber dónde están de cara a palpaciones, toma de datos, endoscopías, etc. En ofidios se puede dividir su longitud en 4 cuadrantes o como porcentajes de la longitud total de la punta de la nariz a la cloaca (SVL), así tenemos:corazón está en 22-35%

• pulmones 25-60%

• sacos aéreos 45-85%

• hígado 35-60%

• estómago 45-65%

• bazo, páncreas, vesícula 60-70%

• intestino delgado 65-85%

• riñones 65-90%colon 80-100%

En las tortugas se proyectan según la denominación de las placas dorsales o ventrales.

Todas las especies tienen bilis, vesícula, páncreas (grande en serpientes e iguanas), bazo, y cuerpos grasos en el abdomen caudal, no subcutánea (ofidios y saurios, como reserva para la hibernación, incluso el hígado es reserva de vitelogenina para la formación de huevos), una flora intestinal múltiple y la desembocadura de todos los conductos en ambos sexos en la cloaca (excretor, reproductor y digestivo), siendo por ello zona de muchas patologías.

Los quelonios tienen cavidad celómica para almacenar gran cantidad de comida y agua y un voluminoso intestino para digestión vegetal con largo tiempo de tránsito.

Fig. 9.- Anatomía Interna de la Iguana

Sistema nervioso.-

Sobre el sistema nervioso debemos comentar que tiene poco peso y es poco desarrollado, en parte porque tiene una gran duramadre que impide la expansión del encéfalo.Su hipófisis es importante (con papel en el color de la piel, el crecimiento y la reproducción)

Aparato excretor.-

Los quelonios tienen riñones grandes y lobulados (de tipo metanefro), rojizo, bajo la unión 3º-4º pleural, caudal al acetábulo (craneal en las marinas), desembocando los uréteres al seno urogenital.

En ofidios el derecho es más craneal. Son muy primitivos y con poca capacidad de detoxicación, requiere un gran volumen/minuto de aporte sanguíneo y son muy sensibles a sustancias y fármacos tóxicos.

Presentan, aunque no siempre, un sistema portal y renal con uno o más vasos renales que reciben la sangre venosa de la mitad posterior pasando por los glomérulos renales a la sangre, por lo que fármacos normalmente deben darse en mitad anterior para obtener concentraciones plasmáticas adecuadas o en los dos tercios anteriores (en los ofidios) para que estos órganos no reciban dos veces el efecto de los fármacos, al igual que se ha de tener en cuenta el peso del caparazón ya que es también tejido metabólico.

Tienen un sistema complejo de válvulas, llaves de paso a nivel renal, regula la filtración renal, según el estado de hidratación (carecen de Asas de Henle, son incapaces de fabricar orina hipertónica).

Las tortugas acuáticas eliminan amoníaco y urea y las terrestres acido úrico y uratos.

Sólo las tortugas y algunos saurios tienen vejiga. La vejiga en tortugas, sobre todo las terrestres es bilobulada y muy elástica y tiene función de reserva y tampón en casos de deshidratación (se ha de tener en cuenta de cara a la eliminación de fármacos, se reabsorben). La uretra es muy corta.

Aparato reproductor.-

Los reptiles pueden ser ovíparos (huevos, de incubación exterior), como todos los quelonios y la mayoría de los saurios y ofidios (mayoría de pitones), en ellos el 90% del alimento fetal viene determinado por el vitelo de la yema. Algunos saurios tienen partenogénesis y otros son vivíparos (Boas, Lacerta vivipara, algunos Scincos, Tamnophis) u ovovivíparos (de incubación interna antes de parir).

Los testículos son ovales y están próximos a la superficie craneal de los riñones, de color rosado en jóvenes y ya amarillentos en adultos y los conductos deferentes van unidos al uréter en quelonios. El derecho es más craneal en los ofidios.

El pene en quelonios es único, eréctil y pigmentado, sin uretra, pero acanalado. Cada especie tiene su ritual de cortejo y monta y según estudios los quelonios tienen baja tasa de penetración (10 % de los intentos son fecundos).

En ofidios y saurios es doble (de ahí mal llamados hemipenes) y siempre penetra en el coito el más próximo a la cloaca.

Fig. 10.- Hemipenis de la Iguana

Los ovarios son lobulados en racimos de varios tamaños, según los folículos desde menores de 5 mm los inmaduros a mayores de 15 mm, dependiendo de un hígado graso para la producción del vitelo. Las hembras pueden tener reservorios de semen hasta 6 años post-monta.

También hay que destacar que la gestación determina un descenso de balance energético como también del sistema inmunitario.

Los huevos no tienen chalazas (por lo que no se deben de rotar sobre su eje ni moverlos bruscamente). Los huevos son calcificados en quelonios, cocodrilos, geckos y grandes lagartos y son blandos en saurios pequeños y ofidios.

La determinación sexual es genética pero viene definida por la temperatura de incubación, sobre todo en los quelonios (también cocodrilos, geckos, agámidos, lacértidos), a mayor temperatura mayor porcentaje de hembras (al contrario suele ocurrir en cocodrilos, lagartos y en geckos se dan hembras y con marcada agresividad). Se pierden cromosomas sexuales en un gran porcentaje.

La mayor sensibilidad al efecto de la temperatura se produce en las primeras fases de la incubación (en la ontogénesis ) y se completa con la diferenciación de las gónadas. La síntesis, liberación y acción de las hormonas (estrógenos, testosterona liberados por la madre, embrión o resto de embriones) se determina por la temperatura.

Ejemplo: Chrsemys picta a 28ºC mayoría de machos y a 30ºC de hembras; Testudo graeca a 30ºC mayoría machos y a 31-32ºC hembras; Chelidra serpentina de 22 a 28ºC mayoría de machos y a menos de 22º o más de 28º mayoría de hembras; en Trachemys spp. a menos de 29ºC puede dar mayoría de machos y a mas de 29ºC mayoría de hembras. En la Testudo hermani el límite esta en 31.5ºC y en Emys orbicularis en 29ºC

La temperatura de incubación adecuada sería de 26-32ºC, siendo en quelonios según especie de 2 meses a 1 año (la mayoría 2-3 meses), serpientes y lagartos pequeños 45 a 70 días y los saurios grandes de 3 a 5 meses.

Alteraciones en esta temperatura, en cuanto a intensidad, tiempo y fase de incubación puede determinar anomalías en el desarrollo, distocias , prematuros y elevado porcentaje de teratología  (se han visto alteraciones de todo tipo: amelias , cifosis , acrania ), además se afecta el comportamiento de los animales, en las serpientes se afecta la locomoción, la capacidad de trepar, la respuesta a estímulos y defensas, la velocidad de deglución, la velocidad de eclosión, y el tamaño de la camada.

El desarrollo folicular y la ovulación sobre todo en la iguana debe de cumplir características como 16 horas de luz, más de 28ºC, alimento ad libitum y un depósito graso previo.

En la mayoría de las especies se opta por la incubación controlada en incubadoras, siempre con calor distribuido uniformemente, según especie 22-38ºC (media de 26-28ºC) con sustrato de vermiculita y un grado de humedad próximo a 100%. A mayor temperatura se reducen tiempos, pero también aumenta el porcentaje de malformaciones siendo más numerosas las bajas y alteraciones.

Debemos comentar que, aunque la mayoría de las crías al nacer se buscan la vida, hay algunas especies en las que existe un imprinting maternal, incluso cuidados maternales que pueden influir en el comportamiento de los individuos (algunos boidos, cocodrilos, algunos escincos e iguánidos) incluidos instintos de coprofagia , refugio (estímulos visuales y táctiles), aprendizaje de signos, comunicación, huida, ataque, alimento, que se han de tener en cuenta, dado que cuanto más adaptado, mejor.

Se están haciendo avances en cuanto a inseminación artificial (se usa la electroeyaculación, pero puede ser peligrosa).

Sexaje.-

El sexaje se define mejor con la madurez sexual y la aparición de caracteres sexuales, entre los 3 y los 10 años en quelonios, en los saurios ya con uno o dos años y en las serpientes normalmente a partir de los 3 años, si no recurrimos a la endoscopia, genética, etc. En los quelonios además se utiliza la longitud del caparazón.

Quelonios:

• Tamaño: en las especies que nos interesan las hembras son mayores que los machos (en Caretta sulcata y otras, son mayores los machos)

• Anchura de la cabeza: en Graptemys spp. es más ancha en la hembra.

• Forma de la cola: cola más larga y ancha

• Cloaca más distal en machos

• Plastrón cóncavo en machos y recto en hembras.

• Comportamiento sexual: los machos golpean, muerden patas y cola a la hembra, montan, vocalizan.

• En las tortugas semi-acuáticas las uñas son largas en los miembros anteriores (para acariciar la cara de la hembra en la cópula).

• Visualización del pene: se pueden protuir por presión durante unos segundos (más fácil en las tortugas galápagos), además de otros métodos físicos o farmacológicos.Las hembras suelen vaciar más la vejiga con el manejo.

• Otros caracteres:

  • placa gular (frontal) más larga en machos (Geochelone)

  • glándulas sexuales en inferior de mandíbula (machos Emydidos)

  • variación de color (estacional o sexual, Batagur spp son se ennegrecen en épocas de cría), iris rojo en macho (Terrapene carolina, naranja o amarillo en la hembra, la oreja roja de la Trachemys más grande e intensa en la hembra, cabeza oscura en macho y más clara la hembra)

• Como métodos complementarios: endoscopia, ultrasonidos, presencia de huevos en radiografías.

Saurios:

• Dimorfismo en la mayoría de saurios y el Chamaeleo jacksoni

• Color: más intenso macho (varios tonos según estado fisiológico)

• Cabeza más ancha y grande en machos.Los machos son más agresivos en los cortejos.

• Prolongaciones cefálicas o cuernos en frontal (camaleones)

• Iguánidos y otros: machos tienen poros femorales en interior de muslos, además de crestas y barbas prominentes

• Protuberancias de los hemipenes en base de la cola. Aplicando presión suave en distal a la cloaca en dirección craneal es posible exteriorizarlos o bien con solución hipertónica cloacal.

• Sondaje, iguana macho joven penetra sonda hasta 1.25 cm.

• Por palpación rectal en cocodrilo, se aprecia un pene semicónico

• En algunas especies es partenogénico: Cnemidophurus neomexicanus, Lacerta caucasica, sólo hembras.

• Métodos complementarios, endoscopía, etc.

Ofidios:

• Tamaño mayor en la hembra.

• Engrose y longitud de la cola, mayor en machos y engrose de la zona de los hemipenes.

• Recuento de escamas caudales ventrales, más número en machos por tener la cola más larga.

• Recuento de escamas subcaudales por sondaje cloacal y según especie:

  • Con lubricación y dirección lateral y caudal a la cloaca

  • Hembras 3-4 escamas

  • Machos 8-15 escamas

  • Debemos usar un tipo de sonda según especie: Una pitón de 150cm requiere una sonda de 4mm, y una Lampropeltis getulus de 90cm una sonda de 2mm

• Vestigios femorales (como unguículas en las boas, más desarrollados en el macho)

Fig. 11.- Sexaje en Boas

Métodos de sujeción en reptiles de Zoogranjas

El manejo y restricción de los reptiles puede hacerse mediante toallas, ganchos, guantes, contenedores especiales, cámaras de anestesia gaseosa, sedación y debemos considerar el enfriamiento en heladera o mantenedora como un método sencillo de sedación (quince minutos en freezer, media hora en congelador o una hora en heladera sedan al reptil).

Los ofidios se cogen de la cabeza y del cuello con una mano (dedos pulgar y medio a los lados e índice sobre ella), con la otra mano se sujeta el resto del cuerpo. Si son grandes, se precisa una persona por cada metro de longitud, evitando que al retorcerse, se rompan el cuello.Las culebras más nerviosas suelen vaciar sus glándulas anales.Podemos inducirles un reflejo de quietud pellizcándolas durante unos segundos el dorso.

Los saurios pequeños se toman de la cabeza con el dedo pulgar e índice y el resto de dedos, la pelvis, evitando siempre los golpes de columna y los de cola para no provocar la autotomía .

A la iguana le relaja que se la coja por debajo o que sea ella la que se apoye sobre nuestra mano, ya que es arborícola y se siente segura por encima de nuestra cabeza. Evitarse las mordeduras que son muy cortantes y los arañazos por el riesgo de infecciones.

Presentan una respuesta vagal por suave-moderada presión sobre las órbitas oculares durante 5-25 segundos que les puede provocar un pasajero sopor por reducción del ritmo cardiaco y presión sanguínea durante unos segundos (siempre reversible rápido ante cualquier dolor, susto o ruido) suficientes para ver la boca, ojos, etc., incluso algunos muestran reflejo de inmovilidad al apoyarlos sobre el dorso (también las serpientes, se hacen las muertas).

En cuanto a los quelonios, las pequeñas son poco cooperativas, teniendo paciencia en sacar la cabeza, para después sujetarlas por los occipitales y esperar relajen el cuello.Se las puede obligar, retrayéndoles los miembros hacia el interior, incluso con un pellizco en la zona posterior o en los dedos.Nunca se las debe de colocar en decúbito dorsal durante demasiado tiempo por la presión visceral sobre los pulmones y siempre que se giren, rotarlas de nuevo en dirección contraria para evitar torsiones. Ojo con las tortugas mordedoras y las de caja.

Toma de Muestras para Diagnóstico en reptiles de Zoogranjas y métodos complementarios del diagnóstico

CoprologíaSe recomienda hacerla como rutina y su obtención puede ser o bien directa del terrario o por enemas, hisopos o el mismo termómetro, aunque muchas especies, al igual que las aves, defecan con el manejo. Las heces han de ser:

En quelonios: duras en las especies terrestres desérticas y pastosas en el resto, incluso blandas o líquidas en las acuáticas.

En ofidios: duras en terrestres y blandas o muy líquidas en acuáticas.

En saurios, como las aves, centro pastoso oscuro y periferia arenosa (precipitados acido úricos) y orina densa líquida alrededor.

Duras a pastosas en cocodrilos.

Es normal la presencia de flora intestinal y parasitaria de todo tipo: trematodos, céstodos, nematodos, protozoos ciliados y no ciliados, siendo incluso beneficiosa en aquellos herbívoros para la peristalsis , molienda de contenidos y digestión de la fibra, y aunque en la mayoría pasan como asintomáticos, sólo cuando se rompe el equilibrio (mal manejo, cautividad, estrés, inmunosupresión y desnutrición), estos pueden dar lugar a patologías, incluso fatales, por lo que se debe de buscar siempre el equilibrio y no proceder a desparasitaciones intensas.

Todos los reptiles son susceptibles de padecer parasitosis abundantes por nematodos (áscaris, oxiuridos, Trichostrongylus), no habiendo relación entre el número de huevos con el grado de infestación.

Las tortugas testudo suelen portar áscaris (incluso el 90% de ellas) y los varanos y serpientes portar tenias y criptosporidios. Son muy frecuentes las enteritis por flagelados (tricomonas y amebas) en tortugas y serpientes.

Así tenemos:

Criptosporidiosis. En serpientes cursa con gastritis, pérdida peso, regurgitación, letargia y la presencia de una masa dura en zona central (hiperplasia gástrica). Diagnóstico por tinción de heces de ooquistes Alcohol/Acido resistentes.

Coccidios: Eimeria, Isospora, muy patógenos en serpientes y cocodrilos. Con diarreas, pérdida peso y hemorragias de duodeno.

Amebiasis: por Entamoeba invadens y Entamoeba histolytica. Cursa con caquexia, diarreas muy acuosas o sanguinolentas y engrosamiento de colon.

Las serpientes son muy sensibles por lo tanto no juntarlas con otras especies, además debemos de tener cuidado con sus transmisores como pueden ser cucarachas, gusanos y otros insectos.

En los quelonios, no suelen tener importancia clínica y se dan pocos casos en los saurios.

Hexamitas: Se suelen ver en tortugas hacinadas, por Hexamita parva, flagelado que a nivel renal provoca insuficiencia renal crónica y orina de mal olor y oscura, junto a polidipsia, edemas en cola y pata, anorexia, pérdida de peso.

La mayoría de estos parásitos en animales inmunodeprimidos agravan el cuadro cursando con anemia, eosinofilia, hipoproteinemia e hipoalbuminemia.

También a nivel hepático-biliar se dan hexamitas, coccidios, trematodos, entamoebas, capilaria, larvas de tenia.

Se aconseja hacer 3 coprologías en el espacio de 2 semanas, bien sea por método directo, flotación o sedimentación.

Orina

La obtención directa es muy contaminada por la cloaca, por lo que sería mejor una cistocentesis. Suele tener nula celularidad o alguna epitelial y no hay bacterias comunmente, siendo normales los cristales de ácido acido úrico. Se aconseja hacer cultivos.

La densidad es alta en deshidratados, de color verdoso en obesos o con lipidosis, a veces también en la hexamitosis.La glucosuria junto a la proteinuria es frecuente en patologías renales y raramente tiene valor en la determinación de la función renal.

Piel

A nivel de piel podemos identificar garrapatas y ácaros, así como tomar muestras para microbiología, valorar estado de la muda, presencia de filarias en tejido subcutáneo.

La piel sana es, como en los mamíferos, el reflejo de la salud.

Hematología

Obtención de la muestra.-

La venoclisis tanto para extracciones como para administración de fármacos puede hacerse en:

1.- Quelonios:

• Vena dorsal de la cola, está central y superficial en el tercio anterior de la cola, suele contaminar con linfa.

• Mediante recorte de uñas posteriores, pero se extrae poca y se precisa cortar varias.

• Seno venoso post-occipital. En algunas especies se contamina con linfa. Buen sitio para las marinas.

• Yugular: preferente la del lado derecho (en diestros). Caudodorsal a la membrana timpánica (borde inferior de la placa timpánica o casi al final del cuello, si es preciso, se puede incidir piel. En Trachemys caudal a la mancha roja.

• Vena metatarsal, central en dorso del metatarso.

• Plexo venoso braquial. Si son mayores de 500 grs.,  corre paralela al tendón flexor del antebrazo.

• Cefálica

• Plexo venoso ingle: vena femoral.

Fig. 12.- Vías arterio - venosas de tortugas

2.- Lagartos:

• Seno venoso ventral o coccígea ventral: de elección. En el tercio ventral medio de la cola, 45º craneal o bien perpendicular a la piel, hasta línea media apuntando a vértebras coccígeas. Unos 2 cm. caudal a la cloaca en iguanas pequeñas. Se puede contaminar de linfa.

• Vena abdominal ventral: bajo anestesia y en posición dorsal en línea media a nivel 2/3 del abdomen, pero puede provocar hemorragias. Se usa en lagartos que no tengan cola

• Cardiaca: en casos extremos y con mucha cautela.

• Yugular: igual que en mamíferos.

• Recorte de uñasCefálica del antebrazo, humeral, incluso incidiendo piel.

3.- Ofidios:

• Seno venoso ventral o coccígea ventral, igual pero entre las escamas caudales apareadas. Ojo con los hemipenes.

• Venas palatinas y sublinguales. Fácil y visible con la boca abierta y si sedado.

• Intracardíaca, en mayores de 300 grs.

• Seno ocular

4.-Cocodrilos:

• Senos dorsales post-occipitales. Justo detrás del occipital y dorsal a espina dorsal.

Los valores normales son muy variables (tienen bajo control de los mecanismos homeostáticos), por muchísimos factores, tanto a nivel de grupo, género, especie e influyen el estado fisiológico, estación del año, hibernación/estivación, edad, sexo, estado reproductivo, nutrición, estado postpandrial , muda, manejo, lugar de punción y sobre todo según el laboratorio (sobre todo en cuanto a enzimas).Es aconsejable obtener los valores de referencia propios de cada individuo previamente sano, siempre que se pueda, para poder así comparar.

Como anticoagulante se utiliza la heparina de litio y/o EDTA, aunque éste provoque hemólisis, la heparina agrega las plaquetas y los leucocitos pero es bueno para hematíes.Es suficiente una extracción de 0.1 ml con jeringa de insulina para realizar y tener en quince minutos hasta más de doce parámetros de bioquímica. Se prefiere plasma mejor que suero y se ha de procesar rápido y separar de la capa celular, porque se lisan pronto.El máximo a extraer es de un 0.5% peso vivo, es decir 0.5 ml por cada 100 grs. de peso (5ml/kg) o según especie, teniendo sin embargo estas especies gran resistencia a las pérdidas de sangre.La muestra se aconseja valorar en el plazo de 4 horas.La heparina se puede utilizar a 25 U ó 1 a 3 mg por cada ml sangre o ya con los tubos de muestra ya preparados para exóticos. Se pueden hacer diluciones 1:2 o 1:3 con agua destilada.

Siempre que se tome sangre se debe de hacer una extensión inmediata para ver morfología leucocitaria, hemoparásitos, recuentos, siendo las tinciones de elección las normales: Giemsa, Diff Quick.

Serie celular en quelonios:

• Los Glóbulos rojos son elípticos y biconvexos de gran volumen con núcleo central y citoplasma rosáceo, siendo por su núcleo muy versátiles y activas, siendo frecuentes las mitosis y 2 núcleos en inflamaciones, hibernación, anorexia, además de contener vacuolas y hemoparásitos. El recuento se realiza contando 5 cuadros centrales de la cámara de Neubauer  y multiplicando por 10.000 dándose en tantos por microlitro. Miden 10-18 micras. En las aves tienen una vida media de 20-35 días, en los reptiles hasta 800 días y tiene un gran volumen celular (VCM). El hematocrito se puede determinar por tubo microhematocrito y el número de células por contadores especiales o por cámara de Neubauer clásica (cuadros extremos + central).

• Las plaquetas son elípticas con núcleo largo y central, siendo el citoplasma azul pálido y cromatina mucho más espesa y concentrada. Aumentan en hemorragias e infecciones bacterianas, ya que además tienen función fagocítica y de transporte de hemoglobina. Disminuyen en anemias y en mieloproliferativas El recuento se puede estimar contando el número en 5 campos de microscopio con lente de inmersión en aceite y la media se multiplica por 3500

• El recuento de leucocitos se realiza por analizadores electrónicos especiales o bien de forma estimada contando 10 campos (objetivo de 400 aumentos), y la media se multiplica por 2000.

• Los linfocitos son pequeños sobre todo, aunque de variables tamañas y parecidas a los de los mamíferos. Existen diferencias en cuanto al sexo. Aumentan en el verano, inflamaciones, rinitis, parásitos y tumores linfoides. Disminuyen en invierno, malnutrición, mal manejo, rinitis crónica (por inmunosupresión), iatrogénesis, y estrés.

• Los monocitos son también grandes (una vez o una vez y media del tamaño de un Glóbulo rojo) y con morfología similar. Aumentan en inflamaciones crónicas, granulomatosas, chlamidias, reacciones alérgicas crónicas a antígenos determinados, e infecciones.

• Los azurófilos corresponden a los granulocitos neutrófilos (su tamaño son de 2/3 de un monocito), de tamaño medio, borde irregular, núcleo casi siempre oval y gránulos rojo-púrpura. Aumenta su número en inflamaciones, anorexia, y posthibernación.

• Los heterófilos son granulocitos grandes con núcleo excéntrico y a veces lobulado (núcleo bilobulado típico en iguanas y varanos y núcleo simple en quelonios y ofidios, no son segmentados). Sus gránulos son fusiformes. Aumentan de número en verano, inflamaciones, mal manejo, infecciones, y tumores. Disminuyen en invierno.

• Los eosinófilos son pequeños granulocitos (11-17 micras), con núcleo central y gránulos esféricos de color naranja brillante o ausentes. Aumentan en enfermedades autoinmunes y otras como inmunocomplejos, parásitos, hibernación. Disminuyen en verano. Son raros en las serpientes.Los basófilos son también similares, pequeños (8-15 micras) y abundantes, sobre todo en especies acuáticas en relación a el parasitismo. Aumentan en casos de hemoparásitos, infecciones (iridovirus), como respuesta inmunológica crónica, enfermedades respiratorias y estomatitis.

Bioquímica Sérica:Tomaremos como referencia la de los quelonios.

El color del plasma suele ser del color verde amarillento en la mayoría de las especies, incluso anaranjado (ojo no confundir con la hemólisis), dependiendo de la dieta y de la concentración en carotenoides y riboflavina.

Se pueden determinar: iones Na+, K+, Cl-, calcio, fósforo, relación calcio/fósforo, glucosa, urea, ácido úrico, creatinina, colesterol, ASAT, ALAT, PAL, CPK, proteínas totales y albúmina/globulinas, además de beta hidroxi butirato, biliverdina o ácidos biliares, LDH y GLDH.

• Urea: aumenta por deshidratación, alteración renal (sobre todo en especies acuáticas), uremia pre-renal, catabolismo, posthibernación, y dieta proteica.

• CREA (creatinina): No es indicador de daño renal como en los mamíferos.

• Proteínas, albúmina: Aumentan en el verano, y también en animales deshidratados y hembras activas, están disminuidas en estadios juveniles, animales débiles o enfermos, desnutridos por anorexia, o afectados por estomatitis, parasitosis, enteropatías, hemorragias, enfermedad renal, y hepática.

• Fibrinógeno: puede ser mejor indicador de infección, incluso más que los leucocitos.

• PAL (Fosfatasa Alcalina): existe en el riñón, intestino, hueso y gónadas. Es de poco valor y poco específica, solo aumento en casos de enfermedad ósea o hipovitaminosis D, en estadios juveniles en crecimiento o en periodos pre-ovulatorios. No suele ser específico ni para hiperparatiroidismos ni tumores ni en osteopatías.

• ALT (Alanina Amino Transferasa): presente en daños en varios tejidos (250 U/gr. en afecciones de riñón, 40 U/gr. en afecciones de hígado y otros tejidos en bajas concentraciones en la iguana) y en muchas especies está ausente. Se han visto aumentos en casos de glomerulonefritis y es algo más elevada en juveniles.

• CPK (Creatinfosfoquinasa): En afecciones de músculo cardiaco, esquelético y riñón. Es específica de lesiones de músculo en la iguana. Aumenta en daños musculares, post-punciones, caquexia, atrofias, mal manejo, en animales agresivos y muy activos.

• AST (Aspartato Amino Transferasa): No es específica, existe en afecciones de hígado, riñón, músculo cardiaco y estriado, e intestino. Aumenta en enfermedades varias: herpesvirus, glomerulonefritis, heridas, estomatitis, artritis séptica, e intususcepción. En 5 de cada 7 casos acompañados con aumento de CPK se va visto lesión en músculo cardíaco y/o hígado; una CPK normal con AST alta puede indicar lesión hepática o renal; una CPK elevada junto a AST normal puede indicar trauma muscular o caquexia; una elevación de AST junto a bajos valores de calcio pueden indicar una Osteopatía Metabólica en la iguana.

Para evaluar lesiones hepáticas no hay enzimas que sean específicas porque la mayoría de ellas tienen amplia distribución tisular, por lo que se debe de valorar toda la serología en conjunto, teniendo en cuenta la gran variabilidad existente.

• AMILASA: es muy variable incluso en animales sanos. Existe en gran cantidad en el páncreas de iguana. Ídem lipasa.

• GLUCOSA: aumenta en enfermedades agudas, estrés, diabetes (junto polidipsia y anorexia) y disminuye en anorexia, posthibernación, septicemia, desnutrición, alteraciones hepáticas y algunas pancreatitis.

• Beta hidroxibutirato: es una cetona que mide el balance energético, también en orina. (0.4-0.75 mmol/l.)

• GLDH (Glutamato deshidrogenasa): puede ser un indicador de necrosis hepatocelular.

• LDH (Lactato Deshidrogenasa): está en muchos tejidos, no específicos y no es sensible para evaluar hígado, suele indicar degradación de la muestra, y aumenta en las hemólisis.

• GGT (Glutamato Transferasa): hay en riñón y es de poco valor.

• CALCIO: Es muy variable. Puede aumentar desde un 2 a un 400% en la ovoposición (marzo a julio en Testudos), por movilización ósea, hiperparatiroidismo primario, osteólisis, artefactos por lipemia, dieta hipercálcica, y exceso de vitamina D. Puede menguar en déficit de exposición a rayos ultravioletas, calcio o vitamina D3, enfermedad renal y decalcificaciones. Se ha de valorar el cociente calcio/fósforo, en un animal sano puede estar entre 1.19 a 2.3 y en uno enfermo entre 0.18 y 1.9. El calcio es un regulador de la insulina y del potasio (la osteopatía metabólica agrava la hipoglucemia).

• FÓSFORO. Es un indicador de fluidos. Aumenta en enfermedad renal junto al acido úrico (excepto en la iguana, donde es muy variable. Valor entre 3 y 9.4

• CHOL. Colesterol. Está alto en la puesta, animales enfermos, en carnívoros. y es bajo en herbívoros, anoréxicos crónicos, y posthibernación.Ácidos biliares: aumentan en postprandriales, en caso de hemólisis, lipemias y algunas hepatopatías.

• ACIDO ÚRICO: Aumentos mayores de 1000 micromol/l (17 mg/dl) son indicativos de daño renal, pero no siempre que haya daño renal ha de subir el acido úrico. Con 25 mg/dl ya hay depósito en tejidos para después de mineralizar poder bajar (puede existir gota incluso habiendo normouricemia). Puede haber aumentos en deshidratación, exceso proteínico, posthibernación y menguar en hepatopatías y a mitad de verano.

• SODIO: indicador de fluidos. Aumenta en deshidratados.

• POTASIO: indicador de fluidos. Aumenta en lisis celulares.

Como hemoparásitos destacan las hemogregarinas y hepatozoon que aunque en muchos casos pasan asintomáticas pueden producir anemias y hemólisis, las filarias también son frecuentes.

Los gametocitos de hepatozoon se pueden ver en sangre ( en células blancas o en rojas, unas 10 micras ) sobre todo en acuáticas y los esquizontes se presentan en los tejidos. Los plasmodium y hemoproteus se pueden detectar en quelonios y saurios.

A nivel de sistema inmunológico decir que es muy poco selectivo y rudimentario, muy sensible y modulado por los cambios ambientales. No presentan linfonódulos, solo un timo, un bazo y un infiltrado linfoide diseminado por los tejidos. Involucionan en ambientes adversos y regeneran en condiciones óptimas. La inmunidad madura a partir de los 4 meses de vida y es proporcional a la temperatura óptima. Tanto la edad como los cambios de estación influyen en su función y estructura, tanto en cambios a nivel de tejido linfoide, número de células formadoras de inmunocomplejos, viabilidad celular, proporción linfocitos T/B, producción de anticuerpos, respuesta a mitógenos.

A nivel celular cuentan con heterófilos 35-60% y linfocitos 25-50% y a nivel humoral Ig M e Ig Y

La punción de médula ósea se realiza sobre la cresta tibial o epífisis distal femoral en saurios y quelonios o bien intraósea tras trepanar placas marginales, se utiliza para transfusiones y administración de sueros.

La transfusión de sangre se puede realizar y a veces entre distintas especies. Ejemplo de un galápago a una Testudo.

Valores normales hemáticos para la Iguana verde, Iguana iguana

Métodos Complementarios De Diagnóstico

Radiología

Se utilizan valores hasta 300 mA y entre 40-100 kV y 0.016 seg. (1/60seg), destacando que el esqueleto de los reptiles es menos radiopaco que el de mamíferos, por lo que el Kv es menor y junto con mA mayor se obtiene más nitidez.En tortugas por el caparazón se requiere más penetración y en ofidios hay que tener bastante práctica en su interpretación.

Se utilizan las proyecciones LL (latero lateral), DV (dorso ventral) y en quelonios además CrCa (craneocaudal) para aparato respiratorio y caparazón, debiéndose tener elementos de contención para evitar que se muevan e incluso recurrir a la sedación.

• De gran utilidad para diagnosticar neumonías en quelonios.

• Destacar que las osteomielitis y osteítis en reptiles dan una imagen parecida al del osteosarcoma en mamíferos, que no hay que confundir.

• La Osteopatía metabólica da lugar a imagen de calcificación de tejidos blandos, reducción de cortical, opacidad ósea y distorsión del trabeculado, incluso la presencia de líneas de fractura.

• Los cálculos vesicales son frecuentes y normales en quelonios, por lo que se debe valorar su composición, tamaño, compresión vecinal y grado de patogenicidad.

• Diagnóstico de gestación o bien de retención de huevos: se debe diferenciar según número, tamaño, posición, estado de la pelvis, nutrición, edad, y unión entre huevos.

• Ayuda en el diagnóstico de gota y otras calcinosis

• Diagnóstico de cuerpos extraños, sobre todo a nivel gastrointestinal.

Como contraste radiológico gastrointestinal se puede usar el sulfato de bario siendo de tránsito lento (más rápido el yodado) de unos 3 hasta más de 28 días (según especie, temperatura, última ingesta y estado nutricional), debiéndose realizar en ayunas (incluso de varios días en quelonios) ya que la imagen digestiva varía según la temperatura, nutrición y período de ayunas previo.

El bario se administra en quelonios 20ml/kg 30% diluido en agua (se puede dar primperán antes 5mg per os ), evitando así impactaciones y deshidratación. Si son mayores de 1kg se puede hacer un doble contraste con aire.

Ecografía

Cada vez se utiliza más para estudios anatómicos y como método de diagnóstico.

Transductores mínimo de 7.5 MHz (con poca profundidad pero mejor resolución). En grandes quelonios 3 o 5 MHz.

• Para diferenciar bultos, quistes y abscesos (hiperecógeno en superficie e hipoecógena en interior).

• Diagnóstico de gestación en ovíparas o en aquellas en las que la radiología no esta clara y para determinar la actividad ovárica.

• Viabilidad de huevos en periodo de incubación

• Diagnóstico de cálculos (hiperecógeno)

• Cardiología

En animales pequeños y para optimizar la zona focal, se puede utilizar una bolsa de líquido o silicona o incluso sumergir en agua.

En quelonios, mejor en animales grandes vía ingle o axilar, y mejor cuanto más finas sean las escamas.En ofidios se dificulta por las grandes escamas ventrales.

Endoscopia

Como aportación al diagnóstico y tratamiento. Se requiere conocimientos de anatomía y anestesia y se aconseja un período de ayunas de 3-7 días en carnívoros y hasta 4 semanas en herbívoros.

• Diagnóstico de enfermedades, cuerpos extraños, parásitos, tumores, quistes, y abscesos.

• Tratamientos, cauterización, extracciones, y cirugía endoscópica (castraciones, etc.)

• Comprobación de la funcionabilidad de algún órgano e imágenes diagnósticas de órganos internos, cicatrizaciones, y coloración.

• Estado y control reproductivo.

• Sexaje de especies monomórficas y juveniles en general.

• Ayuda y facilita la aplicación de otras técnicas, iluminación y visualización de estructuras internas y externas (intubaciones, implantaciones).

• Se realiza con endoscopios rígidos y flexibles, desde 1.9 a 5mm con canales de trabajo.

Puede ser:

• No invasiva, por orificios naturales: boca (traquea, esófago) y cloaca sobre todo, puede incluso utilizarse un otoscopio.

• Invasiva (cavidad celómica), laparoscópica o celoscopica. Un método a utilizar sería, manteniendo al animal a una temperatura óptima (25-32º) y anestesiando con isofluorano 5% en mascarilla (serpientes y saurios), o ketamina 50-70 mg/kg (en tortugas) como inducción y mantener tras intubar con isofluorano a 1-4% y ventilaciones 3-4 /minuto, se parte desde un decúbito lateral, derecho o dorsal, el abordaje es paramedial o lateral ( para evitar los vasos de la línea media) en saurios y ofidios, o inguinal/axilar en quelonios, con una incisión de 4-6mm en piel, hasta atravesar la capa muscular y la membrana celómica, meter la cánula de insuflación con aire filtrado o CO2 con presión interna de 10 mm Hg, a veces no es aconsejable en quelonios ya que el caparazón no se expande).

Destacar que excepto cocodrilos y varanos (que tienen septo diafragmático algo más desarrollado), en el resto de especies con un sólo punto de inserción (más de uno en serpiente por su longitud) pueden observarse las dos subcavidades.En saurios se deben evitar los cuerpos grasos inguinales.

Una vez terminada se instila algún antibiótico (ej. Vibramicina intravenosa 20mg/kg) y se cierra con puntos en U (Vicryl).

También se puede utilizar la transiluminación, viendo a través, sin incidir, como en el gecko o incluso por vía esofágica, viendo las estructuras del cuello, cloaca, etc.

Electrocardiografía

Método complementario para determinar la frecuencia cardiaca (y de forma indirecta el estado metabólico), así como apoyo en alteraciones electrolíticas y de ritmo (Ej.: osteopatía metabólica e hipocalcemia). Se ha de considerar las diferencias por la temperatura, pulso, tamaño y excitación.

Los impulsos son débiles rondando 1 mV, por lo que se prefiere usar aparatos con gran sensibilidad o preamplificadores. (50mm/seg., 1mm: 0.02mV). Las ondas son similares al resto, existiendo a veces una onda de seno venoso que es la despolarización de la vena cava posterior y del seno venoso pre-auricular, onda P, QRS y T.

• Saurios: su corazón esta situado ¼-1/5 distancia nariz-cloaca o bien se palpa bajo cartílago xifoides. Tienen 60-66 ppm. Los 4 electrodos se colocan igual que en pequeños mamíferos.

• Quelonios: su corazón está entre placas pectoral y abdominal del plastrón. 11-17 ppm. Electrodos en piel lateral del cuello y piel medial de extremidades posteriores.

• Ofidios y lagartos ápodos: corazón entre final del primer tercio del animal a 1/5 distancia nariz-cloaca. 23-40 ppm. Electrodos 2 craneales y 2 caudales a la misma distancia del corazón.

• Cocodrilos: estos con septo interventricular con 7-43 ppm (a 25ºC 33-41ppm) esta situado entre 10 y 12 placa dorsal.

Vías de Administración de Medicamentos en reptiles de Zoogranjas

La administración de medicamentos debe ser muy cuidadosa, dado que provocamos un gran estrés y si el animal se mueve podemos dañarle, en el caso de la vía subcutánea, debemos buscar aquellos repliegues de piel laxos y blandos, como pliegue del cuello o espacio submandibular en casi todas las especies, las vías intramuscular, intravenoso o intracelómica requieren de aguas y jeringas descartables y estériles, dado que salvo los cocodrilos el resto son muy sensibles a las infecciones cutáneas.

La vía intracloacal se recomienda en quelonios por ser mas fácil que las otras vías en estas especies dado su caparazón.

La administración oral se puede hacer en animales activos, despiertos. Es muy segura y activa la motilidad intestinal.

Se administra hasta un 2-3% de su peso en tortugas, 1-2% en saurios y serpientes. Otros optan por dar 5ml/kg en mezcla de agua y papillas nutritivas.

El sondaje es sencillo tras contener al animal, abrir la boca y con la nula posibilidad de no acertar la entrada a esófago, por la situación de la glotis muy distintas a los mamíferos. Se aconseja no dar medicamentos por vía oral, por su lento tránsito, sólo los antiparasitarios, contrastes radiológicos o nutrición en anoréxicos.

Esta vía es buena para anoréxicos, hiperkalemia, posthibernantes, y uricosos.

La vía intracelómica se puede usar para aplicar grandes volúmenes y fármacos, incluso anestésicos. Fácil, rápida, tolerable.

En saurios la administración intracelómica se practica craneal al pubis, frente a las ingles, en iguana colocándola patas arriba paralela a línea media. En quelonios también boca abajo, por la ingle paralela al plastrón, en la fosa prefemoral, evitando el paquete visceral. En ofidios en la primera mitad o primer tercio caudal, craneal a la cloaca, respetando la orientación de las escamas ventrales y perpendicular.

En lo que hace a la vía subcutánea se hace a nivel toracolumbar en saurios, mucha piel y mucha absorción en la iguana. Ojo en camaleones, se provoca cambios en su coloración. Serpientes y tortugas tienen poca piel, sólo en moderadas deshidrataciones y como mantenimiento. En ofidios cuesta de entrar o no es homogéneo, por lo que se hace en varios sitios o en la piel de la mandíbula, más flexible o en el tercio medio ventral. En tortugas en el pliegue inguinal o axilar o en el cuello.

La vía intramuscular se aplica en la base de la cola o la pierna en saurios y quelonios, tríceps en iguanas o bien paracostal, en el dorso de la primera mitad en serpientes.

La vía intraósea se usa solo en animales debilitados. En la tibia proximal desde la rodilla, húmero, unión plastrón/caparazón de quelonios jóvenes y poco calcificados y en dirección caudocraneal, en resto de quelonios se puede precisar un trocar. Volumen igual a la vía sc. Algunos autores prefieren la intracelómica ya que la intraósea es más dificultosa y tarda más en resolver la circulación.

La vía intravenosa no se usa comúnmente, el sistema renal sirve también para conservar fluidos en épocas de sequía, dietas saladas y ante casos de hipotensión. Se reserva para críticos o en caso de fármacos urgentes o específicos.

Historia clínica y Examen clínico de los reptiles

Obtención de todos los datos posibles con la reseña , anamnesis  y examen clínico.

Reseña.- Nombre científico y común, sexo, edad, estado de desarrollo, capacidad de agresión, tamaño, grado de impronta, CITES.

Anamnesis.- Es fundamental saber acerca de todos estos factores ya que el 90% de las patologías tienen relación directa o indirecta con el manejo:

• Procedencia

• características de cautiverio y del terrario

• transporte

• cuarentena (normalmente de 30 a 40 días)

• hibernación

• cuidados

• higiene (heces, orina, ecdisis)

• nutrición (agua, comida, tipo y frecuencia de alimentación, si comía antes de comprarlo, actitud en la caza y en su detección),

• temperatura

• humedad

• convivencia de otros animales

• carácter

• estado de letargia

• nivel de estrés.

Examen clínico.-

Estado físico

• No invasivo, observando en el animal su actitud, temperamento, estado general (de I muy mal a IV bueno), actividad motriz, respiración, piel.

• Invasivo: tras restricción y manejo (fundamental saber cómo se maneja cada grupo de especies), mediante técnicas físicas o de contención o químicas (anestesia, sedación).

Tenemos la restricción, transiluminación, auscultación, percusión, palpación, examen cavidad bucal, tono muscular, oftalmoscopia, además de la obtención del pulso, temperatura cloacal, color general y color de mucosas, peso, tamaño (hay tablas, fórmulas y curvas), sexo, actitud, reflejos.

Y por último el examen especializado o sistémico: digestivo, respiratorio, cardiovascular, urinario, reproductor, tejido linfoide, nervioso, ojo, oídos, con la aplicación de otras pruebas y técnicas diagnósticas (radiología, endoscopia, etc.).

Todo ello encaminado a elaborar una lista de anormalidades, obtener los diagnósticos diferenciales y desarrollar los planes diagnósticos y terapéuticos.

La determinación de la edad depende mucho del ritmo y tipo de alimentación, del metabolismo y de la fluctuaciones que tengan lugar durante el año y las distintas estaciones.Puede haber, sobre todo en quelonios testudinos una relación de la edad con el tamaño/peso, índice de Jackson que relaciona peso y longitud (indicador de salud, estado corporal y edad aproximada), además de ciertas fórmulas como X= 15.25 multiplicado por Y elevado a -0.36 (en Trachemys, X longitud en Mm y Y peso en gramos), con lo que se puede determinar el grado de caquexia/obesidad.X=15.25 x Y-0.36

X (longitud en Mm), Y (peso en gramos)

Las reservas grasas se localizan alrededor de la pelvis, patas posteriores y alrededor de la cola (saurios), reservas más difusas por todo el cuerpo y cavidad celómica (ofidios), es frecuente ver serpientes muy delgadas con costillas y vértebras muy prominentes y en quelonios, según el grado de hundimiento de las axilas e ingles y la musculatura de los miembros. Influyen en general factores que puedan alterar como son la presencia de huevos, cálculos, ascitis, y tumores.

Visual

Piel lisa y brillante, caparazón consistente, rígido, firme y sólido. Color normal, colores vivos (sobre todo en machos), el enfermo lo tiene más apagado.Buscar heridas, parásitos, infecciones y ver cómo es la muda, en ofidios hay que observar la córnea (especulo) debe de ser liso y en la muda blanquecino sin exceso de líquido ni demasiado reseco.A nivel de punta de cola y extremidades evitar retención de piel que pueda estrangular y producir necrosis. Una exfoliación excesiva es indicativa de caquexia o deshidratación.

Una iguana con heridas cerca de los dedos o de la mandíbula es probable padezca una osteopatía metabólica y en iguana también se debe de controlar la muda de las escamas de la cabeza, tímpano, glándula de la sal (nasal) y tercer ojo.

En tortugas se ha de inspeccionar el caparazón, sobre todo valorar reblandecimientos y deformidades (forma de pirámide), por déficit mineral y exceso proteico respectivamente.

Valorar el grado de hidratación de la piel con un pellizco sobre la piel y hundimiento de ojos.

Es anormal el edema y acumulo de grasa en axilas o ingles.

Aparato locomotor y tono muscular tanto en la observación en la mesa o en su terrario como después al cogerlo. Ver cómo son las patas y la cola, la mayoría de deficiencias minerales tienen reflejo en ellas.Las extremidades han de ser fuertes y musculosas (quelonios) y con un tono muscular bastante apreciable, deben de ser despiertos y activos (sobre todo quelonios).Las serpientes pueden ser flexible y lentas, pero también rígidas y rápidas. La atonía puede ser fisiológica (en gestantes) o iatrogénica (aminoglicósidos).

Se valora la actitud y la conducta tanto locomotora (tremor, espasmos en la Osteopatía metabólica, cojeras, debilidad), neurológica (parálisis), posturas corporales, flotabilidad, inclinación de cabeza, comportamiento sexual, agresividad, y masa muscular.

Valorar ciertos reflejos, como el pupilar, y el de huida.

Valorar tono cloacal, que siempre debe de haber y la cloaca siempre ha de estar limpia.

Cavidad bucalDebemos tener abrebocas, espátulas y diversos utensilios caseros para poder abrir y maniobrar, incluso se puede aprovechar la agresividad o aviso de amenaza de algunas para poder meterles algo y mantenerlas abiertas.Las tortugas abren bien haciendo presión en el lateral de la boca.

En su inspección debemos observar el color (sonrosado o algo pálido en quelonios), hiperémica en caso de toxemias o septicemias, ictericias, anemia, gota, estomatitis (edemas, ptialismo, hemorragias, fibrina), dientes (saurios y ofidios, de gran capacidad de regeneración aunque rompamos alguno), glotis, faringe al espirar, taquipnea de estrés.

Palpación: inguinal, axilar y abdominal.

En ofidios se puede palpar el corazón y vísceras: estómago (se le puede provocar el vómito), hígado, intestino (contenido más pastoso), la vejiga en saurios que la tengan (contenido más arenoso).

En quelonios vía axilar o inguinal: huevos, cálculos, obstrucciones, riñones, incluso vía cloacal.

A nivel cutáneo diferenciar entre edema de tejidos blandos (consistencia líquida y flácida) y obesidad (más consistente), abscesos (centro caseoso duro, por ausencia de lisozima de granulocitos en el pus y exterior algo más blando), hematomas (más fluido), observación del pliegue cutáneo en casos de deshidratación, observación de las escamas, búsqueda de parásitos cutáneos, tumefacciones irregulares, tumores.

ReflejosInmovilización: 15-20 seg. Presión ocular (seno vagal) en iguana y cocodrilo o dorso cuello (serpientes), se suelen quedar quietos.

Temperatura corporalLa cloacal puede guardar relación con la ambiental horas antes.Mejor con termómetros electrónicos. La que esté a 34-36ºC se considera que es la temperatura interna adecuada, y guardando relación con el pulso, donde podemos tener:X= Tº x Y -0.25

X (pulsaciones por minuto), Tº (Temperatura en º Celsius), Y (peso en kg.)

Percusión

Sólo en grandes especies y muy limitada.Timpánico en espacios pulmonares y sacos aéreos y a veces en gases digestivos y mate en caso de masas, hígado, etc.

Auscultación

De utilidad solo a nivel de ruidos respiratorios ya que el latido cardiaco es lento y temperatura dependiente y aunque se puedan detectar soplos siempre es mejor asociarlo a un ECG.

Se debe de realizar con un trapo sobre las escamas o el caparazón y totalmente en silencio (mejor con un fonendoscopio de campana).

Transiluminación.-

La transiluminación puede ser con luz intensa a nivel cloacal para ver estructuras internas en animales pequeños y además de piel clara, impactaciones, cuerpos extraños o incluso por transiluminación lateral (camaleones, geckos) para ver huevos, silueta cardiaca para una cardiocentesis, e incluso a nivel endoscópico.

Inspección oftalmológica

También de importancia como reflejo de algunas patologías. El iris de los reptiles tiene musculatura estriada y les permite un control voluntario.

La respuesta no simétrica ante el reflejo lumínico contralateral es fisiológica.Se debe de saber que especies tienen pupila vertical o redondeada (nocturnos o no). El resto de aplicaciones diagnósticas son parecidas a los mamíferos para determinar blefaritis, conjuntivitis, úlceras, lipidosis corneales, lesiones de retina, tumores, etc.

Un reptil sano tiene ojos bien abiertos, húmedos, brillantes y limpios y una patología frecuente en tortugas a nivel de ojo es la producida por hipovitaminosis A.

En ofidios se ha de tener presente el especulo durante la muda.

GLOSARIO

[1] Poiquilotermo: animales incapaces de generar calor o regular la temperatura  interna por si mismos

[2] Ectotermo: animales capaces de asimilar calor o temperatura del medio externo o medio ambiente

[3] No puede girar sobre su eje

[4] Puede girar sobre dos ejes

[5] Desarrollo embrionario

[6] Dificultad en la postura del huevo

[7] Deformaciones o malformaciones fetales

[8] Nacimiento del animal sin miembros

[9] Incurvación patológica de la columna vertebral hacia dorsal

[10] Nacimiento del animal sin cabeza

[11] Ingesta voluntaria de materia fecal

[12] Corte de la cola del animal, ardid utilizado en la huida, pero que hace daño al animal

[13] Análisis de materia fecal

[14] Movimiento fisiológico intestinal

[15] Estado posterior a la ingesta, digestión del alimento

[16] Cámara especial para el recuento de glóbulos y/o espermatozoides

[17] Per os: dar medicamentos por boca

[18] Identificación del animal y propietario

[19] Interrogatorio al propietario

[20] Sobre todo los ectoparásitos transmiten enfermedades que afectan la sangre o la salud integral del animal como hematozoarios, bacterias, ricketsias, micoplasmas o chlamidias.

[21] Diagnosticada por el Centro de Estudios, Diagnóstico e Investigación Veterinarias de la UCC en el año 2005

[22] Enfermedades transmisibles de los animales al hombre

[23] Parato-hormona, hormona segregada por la glándula paratiroides

[24] Inflamación de la boca o aparato bucal

BIBLIOGRAFÍA 

1.         Anderson, N., Wack, R., Calloway, L., and Hetherington, T. Cardiopulmonary effects and efficacy of propofol   as an anesthetic in brown tree snakes, Boiga irregularis. Bull ARAV 1999;9(2).

2.         Arandas Rego, A. 1980. Sobre e identificacao das especies de Porocephalus que ocorrem em ofidios X da america tropical. Mem. Insituto Butantan, 44 (45): 219-231

3.         Backues, K. et al.1994. Ovariectomy for treatment of follicular stasis in lizards. J Zoo Wild Med 25(1).

4.         Bennet, R.A., 1991. A review of anesthesia and chemical restraint in reptiles. J Zoo Wild Med 22(3).

5.         Bennett, R. Avery, et al. Cardiopulmonary and anesthetic effects of propofol  administered inraosseously to green iguanas . JAVMA, V. 212 (1), 1998, pp. 93-98.

6.         Benson, Keith G., J. Paul-Murphy, and P. MacWilliams. Effects of hemoloysis on plasma electrolyte and chemistry values in the common green iguana  (Iguana   iguana). JZWM, 30 (3), 1999: 413-415.

7.         Benson, Keith G., and L. Forrest. Characterization of the renal portal system of the common green iguana  (Iguana  iguana) by digital subtraction imaging. JAWM, 30 (2), 1999: 235-241.

8.         Berry, K.H., D. Brown, M. Brown, E. Jacobson, J. Jarchow, J. Johnson, L. Richey, L. Wendland, and R. Nathan. 2002. Reptilian mycoplasmal infections. J. Herp. Med. Surg. 12(3): 8-20.

9.         Bonner, B.B. 2000. Chelonian therapeutics. Pp. 257-332, in The Veterinary Clinics of North America Exotic Animal Practice: Therapeutics, (S.A. Fronefield, ed.). Philadelphia, PA: W.B. Saunders Company. 3(1):1-370.

10.       Boyer, TH; Boyer, DM. Turtles, tortoises, and terrapins. In: Mader, Douglas R. (ed.) Reptile Medicine and Surgery. W.B. Saunders Co. Philadelphia, PA; 1996.

11.       Brown, D.R., I.M. Schumacher, et al. Application of diagnostic tests for mycoplasmal infections of desert and gopher tortoises, with management recommendations. Chelonian Conservation and Biology, 4(2): 249-262.

12.       Burke, A. C. 1989b. Development of the turtle carapace: Implications for the evolution of a novel bauplan. J. Morphol. 199: 363 - 378.

13.       Burke, A. C. 1991 The development and evolution of the turtle body plan: inferring intrinsic aspects of the evolutionary process from experimental embryology. Amer. Zool. 31: 616 - 627.

14.       Burridge, M et al 2002. Evaluation of safety and efficacy of acaricides for control of the African tortoise tick on leopard tortoises. JZWM 33(1):52-57.

15.       Burridge, Michael J. Significance and control of exotic ticks on imported reptiles. Proceedings of the Association of Reptilian and Amphibian Veterinarians, 2000: 121-122. Also paper in Florida Entomologist 85 (1), 2002.

16.       Cagle, F. R. The growth pattern of turtles in Lake Glendale, Illinois. Copeia (3): 197 - 203.

17.       Camin JH. An attempt to clarify the status of the species in the genus Ophionyssus Megnin (Acarina: Macronyssidae). 1949, J Parasitol. Dec;35 (6):583-9.

18.       Camin JH., Observations on the life history and sensory behavior of the snake mite, Ophionyssus natricis , (Gervais) (Acarina: Macronyssidae). 1953. The Chicago Academy of Sciences. Special Publication Number Ten. pp 1-75.

19.       Dennis, Patricia M., and Heard, Darryl J. Cardiopulmonary effects of a medetomidine-ketamine combination adminsitered intravenously in gopher tortoises. JAVMA, v. 220 (10), 2002: 1516-1519.

20.       Donoghue, S. 1996. Veterinary nutritional management of reptiles and amphibians. JAVMA, 208 (11), 1996: 1816-1820.

21.       Ducos de Lahitte J., zoonoses parasitaires transmises par les nouveaux animaux de compagnie, Bulletin de la Société Française de Parasitologie, Année 2001 - Tome 19 - Numéro 1

22.       Esslinger, J. H. 1962. Development of Porocephalus crotali   in experimental intermediate hosts. The Journal of Parasitology, 48 (3): 452-456.

23.       Fowler M., Zoo and Wild Animal Medicine, 1986, 2nd Ed., W. B. Saunders Company

24.       Franke, J. and T.M. Telecky. 2001. Reptile as Pets: An Examination of the Trade in Live Reptiles in the United States. Humane Society of the United States. Washington, D.C.

25.       Frye F. Biomedical and Surgical Aspects of Captive Reptile Husbandry, 1988, 2nd Ed., Krieger Publishing Company

26.       Gehrmann, W. 1987. UV irradiances of various lamps used in animal husbandry. Zoo Bio 6:117-127

27.       Gehrmann, W. et al. 1991. Early growth and bone mineralization of the iguanid lizard, Sceloporus occidentalis in captivity: is vitamin D3 supplementation or UVB irradiation necessary? Zoo Bio 10:409-416.

28.       Gilbert, SF; Loredo, GA; Brukman, A; Burke, AC. Morphogenesis of the turtle shell: the development of a novel structure in tetrapod evolution. Evolution and Development 2001 Mar-Apr;3(2):47-58

29.       Griñán J.V., Enfermedades de los Reptiles, Centro Veterinario JG Mutxamel, Alicante, España, 2003

30.       Harkness J., Exotic Pet Medicine, The Veterinary Clinics of North America, Small Animal Practice, 1987, 17, 5

31.       Harr, Kendal E. et al. Morphologic and cytochemical characteristics of blood cells and hemetologic and plasma biochemical reference reanges in green iguanas. JAVMA 218 (6), 2001: 915-921.

32.       Heath A.C.G. First occurrence of the reptile mite, Ophionyssus natricis  (Acari: Dermanyssidae) in New Zealand,1986, New Zealand Veterinary Journal, vol. 34, no. 5, pp. 78-79(2)

33.       Heaton-Jones, T. et al. 1994. Characterization of the ECG of the American alligator. J ZooWildMed 25(1)

34.       Heaton-Jones,t et al. 2002. Evaluation of medetomidine-ketamine anesthesia and atipamezole reversal in American alligators. JZWM 33(1): 36-44.

35.       Hendrix, C. M. y Blagbum, B. L. 1984. Reptilian pentastomiasis: a posible emerging zoonosis . Comp. Cont. Ed. 10 (1): 93-98.

36.       Holz, P. and Holz, R. 1995. Electrocardiography in anethetized red-eared sliders. Res Vet Sci 58:67-69.

37.       Holz, Peter, et al. The Anatomy and perfusion of the renal portal system in the red-eared slider (Trachemys scripta elegans). Journal of Zoo and Wildlife Medicine, Vol. 28 (4), 1997, pp. 378-385.

38.       Holz, Peter, et al. The Effect of the renal portal system on pharmacokinetic parameters in the red-eared slider (Trachemys scripta elegans). Journal of Zoo and Wildlife Medicine, Vol. 28 (4), 1997, pp. 386-393.

39.       Jacobson, E. 1994. Causes of mortality and diseases in tortoises. J Zoo Wild Med 25(1)

40.       Jacobson, Elliott R. Implications of infectious diseases for captive propagation and introduction programs of threatened/endangered reptiles. Journal of Zoo and Wildlife Medicine, V. 24 (3), 1993, pp. 245-255.

41.       Jacobson, E.R., J.L. Behler, et al. 1999. Health assessment of chelonians and release into the wild. Pp. 232-242, in Zoo and Wild Animal Medicine: Current Therapy, (M.E. Fowler, ed.). Philadelphia, PA: W.B. Saunders Company. 4: 1-747.

42.       Jacobson, E.R., J. Schumacher, S.R. Telford, E.C. Greiner, C.D. Buergely, and C.H. Gardiner. 1994. Intranuclear coccidiosis in radiated tortoises (Geochelone radiata). JZWM 25(1):95-102.

43.       Jacobson, E.R., E. Greiner, S. Terrell, and M. Garner. 1999. Intranuclear coccidiosis of tortoises. Proc ARAV: 85-86.

44.       Lazcano Villarreal D., Tovar Rodríguez M.L., Primer Reporte de Acaro Ophionyssus natricis  (Acarina: Macronyssidae) en Una Colección Herpetológica Para México. 1992, The Southwestern Naturalist, Vol. 37, No. 4, December, pp 426.

45.       Lloyd, Mark, and Pat Morris. Chelonian venipuncture techniques. Bulletin of the ARAV, 9 (10), 1999: 26-29.

46.       Lloyd, Mark, and Patrick J. Morris. Phlebotomy techniques in snakes. Bulletin of the ARAV, 9 (4), 1999: 30-32.

47.       Lock, B., Heard, D., and Dennis, P. Preliminary evaluation of medetomidine/ketamine combinations for immobilization and reversal with atipamezole in three tortoise species. Bull ARAV 1998; 8(4).

48.       Mader D. Reptile Medicine and Surgery, 1996, W.B. Saunders Company

49.       MARENA, “Normas y Procedimientos para la exportación e importación de especies de flora y fauna silvestre de Nicaragua Decreto 8-98” MARENA.

50.       Mitchell, M.A. 2002. Diagnosis and management of reptile orthopedic injuries. Pp. 97-114, in The Veterinary Clinics of North America Exotic Animal Practice: Therapeutics, (T.N. Tully, ed.). Philadelphia, PA: W.B. Saunders Company. 5(1):1-221.

51.       Orosz, S. et al. 1992. Follicle aspiration for treatment of pre-ovulatory egg-binding in a green iguana. J Small Exotic An Med 1.4. Follow-up letter to editor from S. Barten 2.1, 1992.

52.       Pérez, R. 1999. “Nicaragua: El comercio de fauna silvestre. En, Rescate de Fauna en el Neotrópico, ed. C. Drews. Editorial Universidad Nacional, Heredia, Costa Rica. P. 244-268

53.       Quesenberry K., Hillyer E., Exotic Pet Medicine I, The Veterinary Clinics of Norh America, Small Animal Practice, 1993, 23, 6

54.       Quesenberry K., Hillyer E., Exotic Pet Medicine II, The Veterinary Clinics of Norh America, Small Animal Practice, 1994, 24, 1

55.       Ramsay, E. et al. Tissue and serum enzyme activities in the yellow rat snake, AJVR, vol. 56 (4), 1995, pp. 423-428.

56.       Rand, A. et al. 1990. The diet of a generalized folivore (Iguana iguana) in Panama. J. Herp. 24.2

57.       Rimbaud E.; Pineda N.; Luna L.; Sacasa E.; Doña M.; Rivera G.; Ortega S.; Molina L.; Solórzano M.; Robletto S.; Flores H.; Gutiérrez J.; Sandino S.; Zeledón B.; Blanco E.; Parásitos diagnosticados por el Centro de Diagnóstico Veterinario de la Escuela de Medicina Veterinaria de la Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad de Ciencias Comerciales, Nicaragua, ejercicio 2003 - 2004.- Boletín de Parasitología, UNA, Costa Rica, 3 (6): 2, 2005

58.       Rimbaud E., Pineda N., Luna L., Zepeda N., Rivera G., Primer reporte de Ophionyssus natricis  (Arthropoda, Acarina, Macronyssidae, Gervais 1953) parasitando Boa  constrictor constrictor en Nicaragua. I Congreso Científico del Consejo Nacional de Universidades, CNU, 17 de Marzo de 2006

59.       Riley, J. 1981. An experimental investigation of the development of Porocephalus crotali X (Pentastomida: Porocephalida) in the western diamonback rattlesnake (Crotalus atrox). International Journal for Parasitology, 11 (2): 127-131.

60.       Robeck, T. et al. 1990. Ultrasound imaging of reproductive organs and eggs in Galapagos tortoises. Zoo Bio. 9:349-359.

61.       Rooney, M., Levine, G., Gaynor, J., Macdonald, E, and Wimsatt, J. Sevoflurane anesthesia in desert tortoises (Gopherus agassizi). JZWM 1999;30(1).

62.       Schultz H., Human infestation by Ophionyssus natricis  snake mite.1975, Br J Dermatol., 93 (6): 695-7.

63.       Schumacher, J. et al. Inclusion body disease in boid snakes. Journal of Zoo and Wildlife Medicine, V. 25 (4), 1994, pp. 511-524.

64.       Self Teague, J. y R. E. Kuntz. 1957. Pentastomids from african reptiles and mammalas adn from reptiles of Florida Island, Britihs Solomon Islands (south pacific). The Journal of Parasitology, 43: 194-200.

65.       Self Teague, J. y R. E. Kuntz. 1967. Host-parasite relations in some Pentastomida. The Journal of Parasitology, 53 (1): 202-206.

66.       Self Teague, J. 1969. Biological relationships of the Pentastomida: A bibliography on the Pentastomida. Experimental Parasitology, 24: 63-119.

67.       Schultz H. Snake mites infestation. With a brief review of other mites which occasionally infest man, Ugeskr Laeger. 1974 Dec 2;136(49):2752-3

68.       Stahl, Scott J. General husbandry and captive propagation of bearded dragons, Pagona vitticeps. Bulletin of ARAV, 9 (4), 1999: 12-17.

69.       Shipley, A. E. 1998. An attempt to revise the family Linguatulidae. Archives de Parasitologie, 1: 52- 80.

70.       Storch, V. y G. M. Jamieson. 1992. Further spermatological evidence for including the Pentastomida in the Crustacea. International Journal of Parasitology, 22 (1): 95-108

71.       Urbina, R; Álvarez, L; Morales, B “Parásitos Gastrointestinales en neonatos, juveniles y adultos de la especie de Iguana   iguana (Iguana verde) en la granja experimental UNAN- Managua 2001-2002”

72.       Wagner, Robert A. and Randy Wetzel. Tissue and plasma enzyme activities in juvenile green iguanas. AJVR, V. 60 (2), 1999, pp. 201-203.

73.       Werner, Dagmar, I. and Tracy J. .Miller. Artificial nests for female green iguanas. Herp Rev. 15(2), 1984, pp. 57-58.

74.       Wozniak E., De Nardo D., Burridge M., Walker D., Funk R., Nathan R., Ectoparasites., 2000, J Herpe Med Surg., 10[3-4]:15-21

75.       Wozniak E., De Nardo D.,The Biology, Clinical Significance and Control of the Common Snake Mite, Ophionyssus natricis, in Captive Reptiles,2000,

J Herpe Med Surg., 10[3-4]:4-10

76.       Yunker CE. Studies on the snake mite, Ophionyssus natricis, in nature., 1956, Science, 124(3229):979-80

77.       Zepeda N., Rimbaud E., Soto J.L., Pineda N., Morales X., Rivera G., Prevalencia de ectoparásitos en reptiles de zoocriadero en Nicaragua, LII Reunión Anual del Programa Cooperativo Mesoamericano para el Mejoramiento de Cultivos y Animales, Montelimar, Nicaragua, 24 al 28 de Abril de 2006

Fuente: VET-UY - Material remitido por  Prof. Dr. Enrique Rimbaud - Decano - Facultad de Ciencias Agrarias - Universidad de Ciencias Comerciales - Nicaragua -  enrique.rimbaud@ucc.edu.ni

Este Web se ve mejor a 800 x 600 píxeles y se actualiza una vez a la semana.

 Si la información contenida en VET-UY incumpliere alguna Ley de Propiedad Intelectual, rogamos nos lo comunique  al e-mail: info@vet-uy.com  y será inmediatamente retirado, vea Términos y condiciones.